Podredumbre blanca de la lechuga (Sclerotinia sclerotiorum)

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Condición fitosanitaria: Presente ampliamente distribuida

Grupo de cultivos: Hortícolas

Especie hospedante: Lechuga (Lactuca sativa L.)

Rango de hospedantes: no específico / amplio. S. sclerotiorum es un hongo polífago con un amplio rango de hospedantes y de amplia difusión mundial, siendo el agente causal de podredumbres en diversos cultivos de importancia económica. Se han reportado más de 408 especies de plantas atacadas por S. sclerotiorum, de 278 géneros, en 75 familias. La mayoría de estas especies son dicotiledóneas, aunque también son hospedantes varias plantas monocotiledóneas de importancia agrícola (Boland & Hall, 1994; Bolton et al., 2006; Derbyshire et al., 2022). El grado de susceptibilidad a S. sclerotiorum en las poblaciones de plantas hospedantes a menudo varía considerablemente. Sin embargo, no existe una resistencia completa a S. sclerotiorum en ninguna especie hospedante.

Se han reportado más de 408 especies de plantas atacadas por S. sclerotiorum, de 278 géneros, en 75 familias (Boland & Hall, 1994). Entre las Familias de plantas hospedantes de Scleorotinia sclerotiorum se encuentran:

Actinidiaceae, Aizoaceae, Amaranthaceae, Annonaceae, Apocynaceae, Araliaceae, Aristolochiaceae, Asclepiadaceae, Begoniaceae, Berberidaceae, Boraginaceae, Campanulaceae, Capparidaceae, Caryophyllaceae, Chenopodiaceae, Compositae, Convolvulaceae, Cruciferae, Cucurbitaceae, Dipsacaceae, Euphorbiaceae, Fagaceae, Fumariaceae, Gentianaceae, Geraniaceae, Gesneriaceae, Gramineae, Hippocastanaceae, Iridaceae, Labiatae, Lauraceae, Leguminosae, Liliaceae, Linaceae, Malvaceae, Martyniaceae, Moraceae, Musaceae, Myoporaceae, Myrtaceae, Oleaceae, Onagraceae, Orobanchaceae, Papaveraceae, Passifloraceae, Pinaceae, Plantaginaceae, Polemoniaceae, Polygonaceae, Portulacaceae, Ranunculaceae, Rosaceae, Rutaceae, Saxifragaceae, Scrophulariaceae, Solanaceae, Theaceae, Tilliaceae, Tropaeolaceae, Umbelliferae, Urticaceae, Valerianaceae, Violaceae, Vitaceae.

Epidemiología: monocíclica, subaguda.

Etiología: Hongo. Necrotrófico, con capacidad de supervivencia en el suelo.

Agente causal: Sclerotinia sclerotiorum  (Lib) de Bary. (1884)

Taxonomía: Eukaryota > Fungi > Dikarya > Ascomycota > Pezizomycotina > Leotiomycetes > Helotiales > Sclerotiniaceae > Sclerotinia

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Sintomatología

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Bibliografía

Albert D, Dumonceaux T, Carisse O, et al. (2022) Combining Desirable Traits for a Good Biocontrol Strategy against Sclerotinia sclerotiorum. Microorganisms 10(6): 1189. doi: 10.3390/microorganisms10061189

Amselem J, Cuomo CA, van Kan JAL, et al. (2011) Genomic analysis of the necrotrophic fungal pathogens Sclerotinia sclerotiorum and Botrytis cinerea. PLoS Genetics 7, e1002230. doi: 10.1371/journal.pgen.1002230

Boland GJ, Hall R (1994) Index of plant hosts of Sclerotinia sclerotiorum. Canadian Journal of Plant Pathology  16: 93-108. doi: 10.1080/07060669409500766

Bolton MD, Thomma BPHJ, Nelson BD (2006) Sclerotinia sclerotiorum (Lib.) de Bary: biology and molecular traits of a cosmopolitan pathogen. Molecular Plant Pathology 7: 1-16. doi: 10.1111/j.1364-3703.2005.00316.x

Cao Y, Zhang X, Song X, et al. (2024) Efficacy and toxic action of the natural product natamycin against Sclerotinia sclerotiorum. Pest Manag Sci. 10.1002/ps.7930

Dean R, Van Kan JAL, Pretorius ZA, et al. (2012) The Top 10 fungal pathogens in molecular plant pathology. Molecular Plant Pathology 13: 414–430. doi: 10.1111/j.1364-3703.2011.00783.x

Derbyshire MC, Newman TE, Khentry Y, Owolabi Taiwo A (2022) The evolutionary and molecular features of the broad-host-range plant pathogen Sclerotinia sclerotiorum. Molecular Plant Pathology 00: 1– 16. doi: 10.1111/mpp.13221

El-Ashmony RMS, Zaghloul NSS, Milošević M, et al. (2022) The Biogenically Efficient Synthesis of Silver Nanoparticles Using the Fungus Trichoderma harzianum and Their Antifungal Efficacy against Sclerotinia sclerotiorum and Sclerotium rolfsii. Journal of Fungi. 8(6): 597. doi: 10.3390/jof8060597

Gambhir N, Kamvar ZN, Higgins R, et al. (2020) Spontaneous and Fungicide-Induced Genomic Variation in Sclerotinia sclerotiorum. Phytopathology. doi: 10.1094/PHYTO-10-20-0471-FI

Garg H, Li H, Sivasithamparam K, Barbetti MJ (2013) Differentially Expressed Proteins and Associated Histological and Disease Progression Changes in Cotyledon Tissue of a Resistant and Susceptible Genotype of Brassica napus Infected with Sclerotinia sclerotiorum. PLoS ONE 8(6): e65205. doi: 10.1371/journal.pone.0065205

Ibrahim HMM, Kusch S, Didelon M, Raffaele S (2021) Genome‐wide alternative splicing profiling in the fungal plant pathogen Sclerotinia sclerotiorum during the colonization of diverse host families. Mol Plant Pathology 22: 31– 47. doi: 10.1111/mpp.13006

Kamal MM, Savocchia S, Lindbeck KD, et al. (2016) Biology and biocontrol of Sclerotinia sclerotiorum (Lib.) de Bary in oilseed Brassicas. Australasian Plant Pathol. 45: 1–14. doi: 10.1007/s13313-015-0391-2

Lahoz E, Caiazzo R, Morra L, Carella A (2009) Suppression of Lettuce Drop caused by Sclerotinia sclerotiorum in the Field using Municipal Solid Waste Compost and Fungistatic Effect of Water Extract. Dynamic Soil, Dynamic Plant 3 (Special Issue 1), x-y. Link

Liang X, Rollins JA (2018) Mechanisms of Broad Host Range Necrotrophic Pathogenesis in Sclerotinia sclerotiorum. Phytopathology 108(10): 1128-1140. doi: 10.1094/PHYTO-06-18-0197-RVW

Mamo BE, Eriksen RL, Adhikari ND (2021) Epidemiological Characterization of Lettuce Drop (Sclerotinia spp.) and Biophysical Features of the Host Identify Soft Stem as a Susceptibility Factor. PhytoFrontiers™ 0 0:0. doi: 10.1094/PHYTOFR-12-20-0040-R

Mbengue M, Navaud O, Peyraud R, et al. (2016) Emerging Trends in Molecular Interactions between Plants and the Broad Host Range Fungal Pathogens Botrytis cinerea and Sclerotinia sclerotiorum. Frontiers in Plant Science 7: 422. doi: 10.3389/fpls.2016.00422

Mei J, Ding Y, Li Y, et al. (2016) Transcriptomic comparison between Brassica oleracea and rice (Oryza sativa) reveals diverse modulations on cell death in response to Sclerotinia sclerotiorum. Sci Rep 6: 33706. doi: 10.1038/srep33706

Nicot PC, Avril F, Duffaud M, et al. (2018) Differential susceptibility to the mycoparasite Paraphaeosphaeria minitans among Sclerotinia sclerotiorum isolates. Tropical Plant Pathology 1–12. doi: 10.1007/s40858-018-0256-7

O’Sullivan CA, Belt K, Thatcher LF (2021) Tackling Control of a Cosmopolitan Phytopathogen: Sclerotinia. Front. Plant Sci. 12: 707509. doi: 10.3389/fpls.2021.707509

Ojaghian S, Zhang L, Wang L (2020) Inhibitory effect of natamycin against carrot white mold caused by Sclerotinia sclerotiorum. Tropical Plant Pathology 45: 425–433. doi: 10.1007/s40858-020-00369-2

Purdy LH (1979) Sclerotinia sclerotiorum: history, diseases and symptomatology, host range, geographic distribution, and impact. Phytopathology 69: 875–880. doi: 10.1094/Phyto-69-875

Reich J, Chatterton S (2022) Predicting field diseases caused by Sclerotinia sclerotiorum: A review. Plant Pathology 00: 1– 16. doi: 10.1111/ppa.13643

Saharan GS, Mehta N (2008) Sclerotinia Diseases of Crop Plants: Biology, Ecology and Disease Management. Springer, Dordrecht. 485 p. doi: 10.1007/978-1-4020-8408-9

Shang Q, Jiang D, Xie J, et al. (2024) The schizotrophic lifestyle of Sclerotinia sclerotiorum. Molecular Plant Pathology 25: e13423. doi: 10.1111/mpp.13423

Singh M, Avtar R, Lakra N, et al. (2021) Genetic and Proteomic Basis of Sclerotinia Stem Rot Resistance in Indian Mustard [Brassica juncea (L.) Czern & Coss.]. Genes 12(11): 1784. doi: 10.3390/genes12111784

Smolińska U, Kowalska B (2018) Biological control of the soil-borne fungal pathogen Sclerotinia sclerotiorum – a review. J Plant Pathol 100: 1–12. doi: 10.1007/s42161-018-0023-0

Taylor A, Coventry E, Handy C, et al. (2018) Inoculum potential of Sclerotinia sclerotiorum sclerotia depends on isolate and host plant. Plant Pathology (in press). doi: 10.1111/ppa.12843

Vox G, Teitel M, Pardossi A (2010) Sustainable greenhouse systems. In: Salazar A, Rios I (Eds.) Sustainable Agriculture: Technology, Planning and Management. Nova Science Publishers. Link

Wei W, Xu L, Peng H, et al. (2022) A fungal extracellular effector inactivates plant polygalacturonase-inhibiting protein. Nat Commun 13: 2213. doi: 10.1038/s41467-022-29788-2

Xu L, Li G, Jiang D, Chen W (2018) Sclerotinia sclerotiorum: An Evaluation of Virulence Theories. Annual Review of Phytopathology 56: 311-338. doi: 10.1146/annurev-phyto-080417-050052

Zeng W, Wang D, Kirk W, Hao J (2012) Use of Coniothyrium minitans and other microorganisms for reducing Sclerotinia sclerotiorum. Biol Control 60: 225–232. doi: 10.1016/j.biocontrol.2011.10.009