Carbón volador o suelto del trigo (Ustilago tritici)

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Condición fitosanitaria: Presente

Grupo de cultivos: Cereales

Especie hospedante: Trigo (Triticum aestivum)

Rango de hospedantes: específico / estrecho

Epidemiología: monocíclica, subaguda.

Etiología: Hongo. Biotrófico

Agente causal: Ustilago tritici (Pers.) Rostr. (Syn Ustilago nuda var. tritici)

Taxonomía: Eukaryota > Fungi > Dikarya > Basidiomycota > Ustilaginomycotina > Ustilaginomycetes > Ustilaginales > Ustilaginaceae > Ustilago

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Síntomas y signos

Se produce la destrucción total de la flor. Sólo queda el raquis cubierto por una masa pulverulenta de esporas negras. No hay granos y sólo queda el raquis.

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Daños

Puede ser considerada una enfermedad secundaria. Se presenta en la Región Pampeana con bajos valores de incidencia, sin generar daños significativos. Por debajo del 2% de infección las pérdidas no son significativas. En ciertos campos donde el curado de las semillas no es eficiente al no existir una buena cobertura del producto, puede haber mayores pérdidas.

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Ciclo de la enfermedad

La infección ocurre durante la floración del trigo. Los granos infectados tienen apariencia normal pero en el interior de embrión se aloja el micelio de hongo en dormición. El patógeno ingresa al ovario, se propaga hacia el embrión y se transmite a la plántula en desarrollo. Cuando se siembra esa semilla en el nuevo ciclo de cultivo, la espiga aparecerá con los síntomas descriptos.

El patógeno infecta a la planta de trigo hospedante durante la floración. Las teliosporas son transportadas por el viento desde las espigas carbonudas hasta los flores de las plantas vecinas y germinan en el ovario. Las hifas infectivas dicarioticas penetran en la pared del ovario y crecen hacia el escutelo y el embrión en desarrollo, donde permanecen latentes hasta la próxima estación de crecimiento, cuando las semillas comienzan a germinar (nuevo cultivo de trigo que se sembrará en el futuro). El hongo coloniza el meristema apical del brote y los primordios de la espiga, dando como resultado el síntoma típico de la espiga carbonuda en el próximo cultivo de trigo (Malik y Batts, 1960a, b).

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Condiciones predisponentes

Alto porcentaje de semillas contaminadas.

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Manejo

Cultivares resistentes, utilizar semillas sanas o tratadas con funguicidas sistémicos.

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Cultivares resistentes

A pesar de existir fuentes de resistencia, la mayoría de los cultivares difundidos en Argentina, tienen diverso grado de susceptibilidad.

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Tratamiento de semillas

Debido al relativamente elevado umbral de daño económico de esta enfermedad (2 % de espigas carbonudas), el esquema de control debería estar dirigido principalmente a los lotes destinados a semilla. Las muestras a sembrar deberían ser analizadas en laboratorios especializados para determinar el nivel de infección especialmente si provienen de campos donde hubo carbón volador. La protección química contra carbón, debería ser llevada a cabo en el caso de contar con una infección en semillas que justifique la aplicación (por ej. 0.5 % de embriones infectados). En el mercado existe una oferta muy amplia de productos.

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Bibliografía

Alfaro M, Oguiza JA, Ramírez L, Pisabarro AG (2014) Comparative analysis of secretomes in basidiomycete fungi. J Proteomics. 102: 28-43. doi: 10.1016/j.jprot.2014.03.001

Begerow D, Stoll M, Bauer R (2006) A phylogenetic hypothesis of Ustilaginomycotina based on multiple gene analyses and morphological data. Mycologia 98(6): 906-16. doi: 10.1080/15572536.2006.11832620

Kumar S, Knox RE, Singh AK, et al. (2018) High-density genetic mapping of a major QTL for resistance to multiple races of loose smut in a tetraploid wheat cross. PLoS ONE 13(2): e0192261. doi: 10.1371/journal.pone.0192261

Malik MMS, Batts CCV (1960a) The infection of barley by loose smut (Ustilago nuda [Jens.] Rostr.). Transactions of the British Mycological Society 43: 117–125.

Malik MMS, Batts CCV (1960b) The development of loose smut of barley (Ustilago nuda) in the barley plant, with observations on spore formation in nature and in culture. Transaction of the British Mycological Society 43: 126–131.

Ökmen B, Jaeger E, Schilling L, et al. (2022) A conserved enzyme of smut fungi facilitates cell-to-cell extension in the plant bundle sheath. Nat Commun 13: 6003. doi: 10.1038/s41467-022-33815-7

Schuster M, Schweizer G, Kahmann R (2018) Comparative analyses of secreted proteins in plant pathogenic smut fungi and related  basidiomycetes. Fungal Genet Biol. 112: 21-30. doi: 10.1016/j.fgb.2016.12.003

Semagn K, Iqbal M, Jarquin D, et al. (2022) Genomic Predictions for Common Bunt, FHB, Stripe Rust, Leaf Rust, and Leaf Spotting Resistance in Spring Wheat. Genes 13(4): 565. doi: 10.3390/genes13040565

Ullmann L, Wibberg D, Busche T, et al. (2022) Seventeen Ustilaginaceae High-Quality Genome Sequences Allow Phylogenomic Analysis and Provide Insights into Secondary Metabolite Synthesis. J Fungi (Basel) 8(3): 269. doi: 10.3390/jof8030269

Wunderle J, Leclerque A, Schaffrath U, et al. (2012) Assessment of the loose smut fungi (Ustilago nuda and U. tritici) in tissues of barley and wheat by fluorescence microscopy and real-time PCR. European Journal of Plant Pathology 133: 865–875. doi: 10.1007/s10658-012-0010-9

Xia W, Yu X, Ye Z (2020) Smut fungal strategies for the successful infection. Microbial Pathogenesis 142: 104039. doi: 10.1016/j.micpath.2020.104039

Yan H, Zhang J, Ma D, Yin J (2019) qPCR and loop mediated isothermal amplification for rapid detection of Ustilago tritici. PeerJ. 30; 7:e7766. doi: 10.7717/peerj.7766

Zuo W, Ökmen B, Depotter JRL, et al. (2019) Molecular Interactions Between Smut Fungi and Their Host Plants. Annual Review of Phytopathology 57: 411-430. doi: 10.1146/annurev-phyto-082718-100139