Podredumbre blanca de la zanahoria (Sclerotinia sclerotiorum)

.

Condición fitosanitaria: Presente ampliamente distribuida

Grupo de cultivos: Hortícolas

Especie hospedante: Zanahoria (Daucus carota)

Rango de hospedantes: no específico / amplio. S. sclerotiorum es un hongo polífago con un amplio rango de hospedantes y de amplia difusión mundial, siendo el agente causal de podredumbres en diversos cultivos de importancia económica. Se han reportado más de 408 especies de plantas atacadas por S. sclerotiorum, de 278 géneros, en 75 familias. La mayoría de estas especies son dicotiledóneas, aunque también son hospedantes varias plantas monocotiledóneas de importancia agrícola (Boland & Hall, 1994; Bolton et al., 2006Derbyshire et al., 2022). El grado de susceptibilidad a S. sclerotiorum en las poblaciones de plantas hospedantes a menudo varía considerablemente. Sin embargo, no existe una resistencia completa a S. sclerotiorum en ninguna especie hospedante.

Se han reportado más de 408 especies de plantas atacadas por S. sclerotiorum, de 278 géneros, en 75 familias (Boland & Hall, 1994). Entre las Familias de plantas hospedantes de Scleorotinia sclerotiorum se encuentran:

Actinidiaceae, Aizoaceae, Amaranthaceae, Annonaceae, Apocynaceae, Araliaceae, Aristolochiaceae, Asclepiadaceae, Begoniaceae, Berberidaceae, Boraginaceae, Campanulaceae, Capparidaceae, Caryophyllaceae, Chenopodiaceae, Compositae, Convolvulaceae, Cruciferae, Cucurbitaceae, Dipsacaceae, Euphorbiaceae, Fagaceae, Fumariaceae, Gentianaceae, Geraniaceae, Gesneriaceae, Gramineae, Hippocastanaceae, Iridaceae, Labiatae, Lauraceae, Leguminosae, Liliaceae, Linaceae, Malvaceae, Martyniaceae, Moraceae, Musaceae, Myoporaceae, Myrtaceae, Oleaceae, Onagraceae, Orobanchaceae, Papaveraceae, Passifloraceae, Pinaceae, Plantaginaceae, Polemoniaceae, Polygonaceae, Portulacaceae, Ranunculaceae, Rosaceae, Rutaceae, Saxifragaceae, Scrophulariaceae, Solanaceae, Theaceae, Tilliaceae, Tropaeolaceae, Umbelliferae, Urticaceae, Valerianaceae, Violaceae, Vitaceae.

Epidemiología: monocíclica, subaguda.

Etiología: Hongo. Necrotrófico, con capacidad de supervivencia en el suelo.

Agente causal: Sclerotinia sclerotiorum  (Lib) de Bary. (1884)

TaxonomíaEukaryota > Fungi > Dikarya > Ascomycota > Pezizomycotina > Leotiomycetes > Helotiales > Sclerotiniaceae > Sclerotinia

.

 

.

La podredumbre blanca es una de las enfermedades más polífagas que puede atacar a distintos cultivos desde hortícolas y ornamentales hasta cultivos extensivos como girasol y soja.
Es una de las podredumbres más agresivas de la zanahoria. Este patógeno no requiere heridas para penetrar en el hospedante y producir la enfermedad pudiendo pasar fácilmente de las raíces enfermas a las sanas.

.

Síntomas

Los primeros síntomas ocasionado por Sclerotinia sclerotiorum se observan como lesiones con tejidos blandos y acuosos que no liberan mal olor. Si la humedad relativa es elevada, las zanahorias se cubren de un micelio blanco, algodonoso y abundante. Sobre el micelio pueden observarse esclerocios, blancos al principio y negros con el paso del tiempo, grandes, de forma irregular pudiendo llegar a cubrir por completo la zanahoria.
El hongo puede sobrevivir a campo en el suelo como esclerocios y en los lugares de almacenamiento además de sobrevivir saprofíticamente en frutos y hortalizas cosechadas.

.

Esquema del ciclo de vida del patógeno

Las especies de Sclerotinia spp. no se reproducen en forma asexual (no forman conidios). Las epidemias de moho blanco en las zanahorias se pueden iniciar por inóculo en el aire (ascosporas) o en el suelo (esclerocios). De acuerdo con investigaciones en Francia, parecería que algunos aislamientos a partir de inóculo diseminado por viento persistieron de un año a otro (Leyronas et al., 2023).

.

Condiciones predisponentes

90 – 95 % humedad relativa y temperaturas entre 20ºC y 23ºC.

.

Manejo de la enfermedad

Rotaciones con cultivos no susceptibles, cambiar el marco de plantación para evitar la formación de zonas de alta humedad relativa, evitar el exceso de nitrógeno en los abonos, eliminar malezas, evitar el exceso de riego en invernadero, solarización.

.

.

.


 

.

Bibliografía

Albert D, Dumonceaux T, Carisse O, et al. (2022) Combining Desirable Traits for a Good Biocontrol Strategy against Sclerotinia sclerotiorum. Microorganisms 10(6): 1189. doi: 10.3390/microorganisms10061189

Amselem J, Cuomo CA, van Kan JAL, et al. (2011) Genomic analysis of the necrotrophic fungal pathogens Sclerotinia sclerotiorum and Botrytis cinerea. PLoS Genetics 7, e1002230. doi: 10.1371/journal.pgen.1002230

Boland GJ, Hall R (1994) Index of plant hosts of Sclerotinia sclerotiorum. Canadian Journal of Plant Pathology  16: 93-108. doi: 10.1080/07060669409500766

Bolton MD, Thomma BPHJ, Nelson BD (2006) Sclerotinia sclerotiorum (Lib.) de Bary: biology and molecular traits of a cosmopolitan pathogen. Molecular Plant Pathology 7: 1-16. doi: 10.1111/j.1364-3703.2005.00316.x

Cao Y, Zhang X, Song X, et al. (2024) Efficacy and toxic action of the natural product natamycin against Sclerotinia sclerotiorum. Pest Manag Sci. 10.1002/ps.7930

Dean R, Van Kan JAL, Pretorius ZA, et al. (2012) The Top 10 fungal pathogens in molecular plant pathology. Molecular Plant Pathology 13: 414–430. doi: 10.1111/j.1364-3703.2011.00783.x

Derbyshire MCNewman TEKhentry Y, Owolabi Taiwo A (2022The evolutionary and molecular features of the broad-host-range plant pathogen Sclerotinia sclerotiorum. Molecular Plant Pathology 00: 1– 16. doi: 10.1111/mpp.13221

El-Ashmony RMS, Zaghloul NSS, Milošević M, et al. (2022) The Biogenically Efficient Synthesis of Silver Nanoparticles Using the Fungus Trichoderma harzianum and Their Antifungal Efficacy against Sclerotinia sclerotiorum and Sclerotium rolfsii. Journal of Fungi. 8(6): 597. doi: 10.3390/jof8060597

Gambhir N, Kamvar ZN, Higgins R, et al. (2020) Spontaneous and Fungicide-Induced Genomic Variation in Sclerotinia sclerotiorum. Phytopathology. doi: 10.1094/PHYTO-10-20-0471-FI

Garg H, Li H, Sivasithamparam K, Barbetti MJ (2013) Differentially Expressed Proteins and Associated Histological and Disease Progression Changes in Cotyledon Tissue of a Resistant and Susceptible Genotype of Brassica napus Infected with Sclerotinia sclerotiorum. PLoS ONE 8(6): e65205. doi: 10.1371/journal.pone.0065205

Ibrahim HMMKusch SDidelon MRaffaele S (2021) Genome‐wide alternative splicing profiling in the fungal plant pathogen Sclerotinia sclerotiorum during the colonization of diverse host families. Mol Plant Pathology 2231– 47. doi: 10.1111/mpp.13006

Kamal MM, Savocchia S, Lindbeck KD, et al. (2016) Biology and biocontrol of Sclerotinia sclerotiorum (Lib.) de Bary in oilseed Brassicas. Australasian Plant Pathol. 45: 1–14. doi: 10.1007/s13313-015-0391-2

Leyronas CHalkett F, Faloya V (2023Airborne versus soilborne inoculum: White mould, where do you come from? Plant Pathology 00: 1– 9. doi: 10.1111/ppa.13699

Liang X, Rollins JA (2018) Mechanisms of Broad Host Range Necrotrophic Pathogenesis in Sclerotinia sclerotiorum. Phytopathology 108(10): 1128-1140. doi: 10.1094/PHYTO-06-18-0197-RVW

Mbengue M, Navaud O, Peyraud R, et al. (2016) Emerging Trends in Molecular Interactions between Plants and the Broad Host Range Fungal Pathogens Botrytis cinerea and Sclerotinia sclerotiorum. Frontiers in Plant Science 7: 422. doi: 10.3389/fpls.2016.00422

Mei J, Ding Y, Li Y, et al. (2016) Transcriptomic comparison between Brassica oleracea and rice (Oryza sativa) reveals diverse modulations on cell death in response to Sclerotinia sclerotiorum. Sci Rep 6: 33706. doi: 10.1038/srep33706

Nicot PC, Avril F, Duffaud M, et al. (2018) Differential susceptibility to the mycoparasite Paraphaeosphaeria minitans among Sclerotinia sclerotiorum isolates. Tropical Plant Pathology 1–12. doi: 10.1007/s40858-018-0256-7

O’Sullivan CA, Belt K, Thatcher LF (2021) Tackling Control of a Cosmopolitan Phytopathogen: Sclerotinia. Front. Plant Sci. 12: 707509. doi: 10.3389/fpls.2021.707509

Ojaghian S, Zhang L, Wang L (2020) Inhibitory effect of natamycin against carrot white mold caused by Sclerotinia sclerotiorum. Tropical Plant Pathology 45: 425–433. doi: 10.1007/s40858-020-00369-2

Purdy LH (1979Sclerotinia sclerotiorum: history, diseases and symptomatology, host range, geographic distribution, and impactPhytopathology 69: 875880. doi: 10.1094/Phyto-69-875

Reich J, Chatterton S (2022Predicting field diseases caused by Sclerotinia sclerotiorum: A review. Plant Pathology 00: 1– 16. doi: 10.1111/ppa.13643

Saharan GS, Mehta N (2008) Sclerotinia Diseases of Crop Plants: Biology, Ecology and Disease Management. Springer, Dordrecht. 485 p. doi: 10.1007/978-1-4020-8408-9

Shang QJiang DXie J, et al. (2024The schizotrophic lifestyle of Sclerotinia sclerotiorum. Molecular Plant Pathology 25: e13423. doi: 10.1111/mpp.13423

Singh M, Avtar R, Lakra N, et al. (2021) Genetic and Proteomic Basis of Sclerotinia Stem Rot Resistance in Indian Mustard [Brassica juncea (L.) Czern & Coss.]. Genes 12(11): 1784. doi: 10.3390/genes12111784

Smolińska U, Kowalska B (2018) Biological control of the soil-borne fungal pathogen Sclerotinia sclerotiorum – a review. J Plant Pathol 100: 1–12. doi: 10.1007/s42161-018-0023-0

Taylor A, Coventry E, Handy C, et al. (2018) Inoculum potential of Sclerotinia sclerotiorum sclerotia depends on isolate and host plant. Plant Pathology (in press). doi: 10.1111/ppa.12843

Wei W, Xu L, Peng H, et al. (2022) A fungal extracellular effector inactivates plant polygalacturonase-inhibiting protein. Nat Commun 13: 2213. doi: 10.1038/s41467-022-29788-2

Xu L, Li G, Jiang D, Chen W (2018) Sclerotinia sclerotiorum: An Evaluation of Virulence Theories. Annual Review of Phytopathology 56: 311-338. doi: 10.1146/annurev-phyto-080417-050052

Zeng W, Wang D, Kirk W, Hao J (2012) Use of Coniothyrium minitans and other microorganisms for reducing Sclerotinia sclerotiorum. Biol Control 60: 225–232. doi: 10.1016/j.biocontrol.2011.10.009

¿Cómo citar esta información para publicaciones?
Herbario Virtual. Cátedra de Fitopatología. Facultad de Agronomía de la Universidad de Buenos Aires. https://herbariofitopatologia.agro.uba.ar